Resistência à insulina no diabetes tipo 2

Introdução

Diabetes melito é um grupo heterogêneo de doenças metabólicas caracterizado por hiperglicemia. Na forma mais comum da doença, o tipo 2, as etiologias ainda não estão estabelecidas. Há um componente genético, ainda mal definido, e a obesidade, a inatividade física e o envelhecimento desencadeiam ou aceleram o aparecimento da doença. O DM2 parece ser poligênico, com polimorfismos que devem facilitar a instalação da resistência à insulina, bem como a redução de massa de células β No paciente com DM2 a hiperglicemia e outras alterações metabólicas agravam a resistência e pioram a secreção de insulina, dificultando a investigação da seqüência patogênica nessa forma de diabetes. Nesse sentido, diversos estudos procuraram investigar em parentes em primeiro grau de pacientes com DM2 e em indivíduos com intolerância à glicose, possíveis alterações primárias, tentando caracterizar como se dá a instalação do DM2. Nos últimos anos houve grande progresso na definição das características clínicas de indivíduos que desenvolverão DM2, bem como em alterações moleculares envolvidas na patogênese dessa forma de diabetes.

Diabetes melito é um grupo heterogêneo de doenças metabólicas caracterizado por hiperglicemia. Na forma mais comum da doença, o tipo 2, as etiologias ainda não estão estabelecidas. Há um componente genético, ainda mal definido, e a obesidade, a inatividade física e o envelhecimento desencadeiam ou aceleram o aparecimento da doença. O DM2 parece ser poligênico, com polimorfismos que devem facilitar a instalação da resistência à insulina, bem como a redução de massa de células β No paciente com DM2 a hiperglicemia e outras alterações metabólicas agravam a resistência e pioram a secreção de insulina, dificultando a investigação da seqüência patogênica nessa forma de diabetes. Nesse sentido, diversos estudos procuraram investigar em parentes em primeiro grau de pacientes com DM2 e em indivíduos com intolerância à glicose, possíveis alterações primárias, tentando caracterizar como se dá a instalação do DM2. Nos últimos anos houve grande progresso na definição das características clínicas de indivíduos que desenvolverão DM2, bem como em alterações moleculares envolvidas na patogênese dessa forma de diabetes.

Estudos transversais em diferentes populações mostram que indivíduos com intolerância à glicose são em geral mais obesos, resistentes à insulina e apresentam níveis insulinêmicos mais elevados. Eles também apresentam alterações na fase rápida de secreção de insulina (menores elevações insulinêmicas após estímulo glicídico). Assim, alterações na sensibilidade e na secreção de insulina são eventos metabólicos que podem ser identificados em indivíduos que desenvolverão diabetes, anos antes da doença se tornar evidente. Estas anormalidades se agravam na evolução de uma situação de tolerância à glicose normal para intolerância, e finalmente DM2. Aumento da produção hepática de glicose é evidente somente após início do DM2, e piora em proporção à gravidade da hiperglicemia.

A hiperglicemia crônica, mesmo que discreta, agrava a resistência e a secreção de insulina. Entretanto, o mecanismo preciso dessa glicotoxicidade não está bem estabelecido. Adicionalmente, o conceito de lipotoxicidade também é usado para explicar a patogênese do DM2. Os autores que propagam esta teoria sugerem que a elevação dos níveis de ácidos graxos livres circulantes e no meio intracelular induz alterações na secreção e ação insulínicas que caracterizam o desenvolvimento do DM2. Nos últimos anos observou-se que a resistência à insulina e o DM2 estão associados à ativação do sistema imune inato, manifestada por elevação dos níveis circulantes de marcadores inflamatórios. As citocinas pró-inflamatórias ou reagentes de fase aguda que elas estimulam induzem resistência à insulina, bem como alterações de secreção deste hormônio. A origem da associação entre inflamação e DM2 permanece desconhecida. Entretanto, o tecido adiposo produz algumas citocinas (TNFα, IL-6), e é possível que o sistema imune medeie o efeito da superalimentação na resistência à insulina, na alteração da secreção de insulina e no desenvolvimento do DM2.

Para que sejam compreendidos os mecanismos moleculares que contribuem para a patogênese do DM2, é necessário inicialmente descrever como a insulina transmite seu sinal celular desde o receptor específico até os efetores finais. A seguir descreveremos os possíveis mecanismos moleculares de resistência à insulina, o controle celular e molecular da massa de células b, sugerindo possíveis mecanismos moleculares que integram as alterações encontradas no DM2, resistência à insulina, aumento da produção hepática de glicose e alteração na secreção de insulina.

Etapas Iniciais da Sinalização Insulínica

A insulina é um hormônio polipeptídico anabólico produzido pelas células beta do pâncreas, cuja síntese é ativada pelo aumento dos níveis circulantes de glicose e aminoácidos após as refeições. A insulina age em vários tecidos periféricos, incluindo músculo, fígado e tecido adiposo. Seus efeitos metabólicos imediatos incluem: aumento da captação de glicose, principalmente nos tecidos muscular e adiposo, aumento da síntese de proteínas, ácidos graxos e glicogênio, bem como bloqueios da produção hepática de glicose (via diminuição da neoglicogênese e glicogenólise), da lipólise e da proteólise. Além disso, a insulina tem efeitos na expressão de genes e síntese protéica, assim como na proliferação e diferenciação celulares. Outras funções da insulina incluem o aumento da produção de óxido nítrico no endotélio, a prevenção da apoptose ou morte celular, a promoção da sobrevida celular e o controle da ingestão alimentar.

O Receptor de Insulina

A figura 1 mostra um esquema simplificado das etapas de sinalização intracelular desde a ligação da insulina ao seu receptor (IR) até a ativação do transporte de glicose. Os eventos que ocorrem após a ligação da insulina ao seu receptor são altamente regulados e específicos . A sinalização intracelular da insulina começa com sua ligação a um receptor específico de membrana, uma proteína heterotetramérica com atividade quinase intrínseca, composta por duas subunidades a e duas subunidades b, que atua como uma enzima alostérica na qual a subunidade a inibe a atividade tirosina quinase da subunidade b. A ligação da insulina à subunidade a permite que a subunidade b adquira atividade quinase levando à alteração conformacional e autofosforilação do receptor nas subunidades b em múltiplos resíduos de tirosina (1158, 1162, 1163), o que aumenta ainda mais a sua atividade quinase.

Fig. 01 - Clique na imagem para ampliar

Os Substratos do Receptor de Insulina

Uma vez ativado, o IR fosforila vários substratos protéicos em tirosina. Atualmente, dez substratos do receptor de insulina já foram identificados. Quatro desses pertencem à família dos substratos do receptor de insulina, as proteínas IRS . Outros substratos incluem Shc, Gab-1, p60, Cbl, JAK2 e APS . A fosforilação em tirosina das proteínas IRS cria sítios de reconhecimento para moléculas contendo domínios com homologia a Src 2 (SH2), dentre as quais se destaca a fosfatidilinositol 3-quinase (PI 3-quinase). As funções fisiológicas do IRS-1 e IRS-2 foram estabelecidas através de camundongos sem os genes que codificam estes substratos (camundongos knockout para IRS-1 e -2). O camundongo que não expressa IRS-1 apresenta resistência à insulina e retardo de crescimento, mas não é hiperglicêmico . Foi sugerido que o IRS-2 poderia compensar parcialmente a ausência de IRS-1, o que explicaria o fenótipo de resistência à insulina sem hiperglicemia do camundongo knockout para IRS-1. O camundongo que não expressa o IRS-2 foi então gerado e apresenta um fenótipo diferente do camundongo sem IRS-1: hiperglicemia acentuada devido a diversas anormalidades na ação da insulina nos tecidos periféricos e a falência da atividade secretória acompanhada de redução significativa da massa de células b pancreáticas. Em contraste, camundongos knockout para o IRS-3 e IRS-4 têm crescimento e metabolismo de glicose quase normal .

A PI 3-quinase e a proteína quinase B (PKB/Akt)

A PI 3-quinase é importante na regulação da mitogênese, diferenciação celular e transporte de glicose estimulado pela insulina . Atualmente, essa é a única molécula intracelular considerada essencial para o transporte de glicose. A PI-3 quinase foi originalmente identificada como um dímero composto de uma subunidade catalítica (p110) e uma subunidade regulatória (p85). A ligação dos sítios YMXM e YXXM (onde Y=tirosina, M=metionina e X=qualquer aminoácido) fosforilados das proteínas IRS ao domínio SH2 da subunidade p85 da PI 3-quinase ativa o domínio catalítico associado da sununidade p110 . A enzima catalisa a fosforilação dos fosfoinositídeos na posição 3 do anel de inositol produzindo fosfatidilinositol-3-fosfato, fosfatidilinositol-3,4-difosfato e fosfatidilinositol-3,4,5-trifosfato . Este último produto liga-se aos domínios PH (pleckstrin homology) de diversas moléculas sinalizadoras alterando sua atividade e localização subcelulares . Além disso, a PI 3-quinase também possui atividade serina-quinase e, como suas duas subunidades podem interagir com outras proteínas sinalizadoras, esta enzima pode ser importante na ação da insulina independentemente da produção de fosfatidilinositol-3,4,5-trifosfato.

O produto fosfatidilinositol-3,4,5-trifosfato gerado pela PI 3-quinase pode regular a PDK-1 (phosphoinositide-dependent kinase 1), uma serina/treonina quinase que fosforila e ativa outra serina/treonina quinase conhecida por Akt ou PKB. Esta última possui um domínio PH que interage diretamente com fosfatidilinositol-3,4,5-trifosfato, promovendo o direcionamento da proteína para a membrana celular, bem como sua atividade catalítica. Seus efeitos são dependentes da ativação de várias quinases intracelulares envolvidas na transmissão do sinal de insulina até a captação de glicose, a síntese de glicogênio e a síntese protéica. Além de fosforilar a Akt, há evidências de que a PDK-1 seja capaz de, em resposta à insulina, fosforilar isoformas atípicas da PKC (ζ e λ) envolvidas na síntese protéica e no transporte de vesículas de GLUT4 para a membrana celular para promover a captação de glicose. Isso demonstra que o transporte de glicose pode ser mediado por diferentes vias de sinalização intracelular (Akt e PKCζ/λ); essa diversidade de sinalização pode proporcionar mecanismos compensatórios em casos de mutações afetando a Akt ou isoformas da PKC.

Permanecem obscuros os mecanismos pelos quais as etapas iniciais de sinalização da insulina convergem para as vesículas que contêm GLUT4 promovendo o seu transporte para a membrana celular. No jejum, GLUT4 é continuamente reciclado entre a membrana celular e os vários compartimentos intracelulares. Na presença do estímulo da insulina, a taxa de exocitose das vesículas contendo GLUT4 aumenta intensamente, além de ocorrer pequena redução na taxa de internalização. A exocitose estimulada pela insulina é similar à exocitose de vesículas sinápticas. As vesículas de GLUT4, em particular, contêm as proteínas V-SNARE, VAMP2 e VAMP3, que fisicamente interagem com seus pares t-SNARE (sintaxina 4 e SNAP23) na membrana celular durante a translocação das vesículas de GLUT4. Apesar de essas interações serem essenciais para a translocação do GLUT4, nenhuma dessas proteínas parece ser alvo da insulina. No entanto, pode-se especular que alterações específicas dos complexos de proteínas SNARE, que atuam paralelamente à via da PI 3-quinase, possam contribuir para a resistência à insulina.

A via CAP/Cbl

Além da ativação da PI 3-quinase, outros sinais também podem ser necessários para que a insulina estimule o transporte de glicose. Essa segunda via envolve a fosforilação do protoncogene c-Cbl e aparentemente não depende da ativação da PI 3-quinase. Na maioria dos tecidos sensíveis à insulina, Cbl está associado com a proteína adaptadora CAP (Cbl-associated protein). Após a fosforilação, o complexo Cbl-CAP migra para a membrana celular e interage com a proteína adaptadora CrkII, que também está constitutivamente associada à proteína C3G. A C3G é uma proteína trocadora de nucleotídeos que catalisa a troca de GDP por GTP da proteína TC10, ativando-a. Uma vez ativada, a proteína TC10 desencadeia um segundo sinal para a translocação de vesículas contendo GLUT4 para a membrana celular, em paralelo à ativação da via da PI 3-quinase. Recentemente foi demonstrado que a insulina estimula agudamente a fosforilação em tirosina de Cbl e sua associação com a CAP no tecido adiposo de animais normais, e também que esta via pode participar do controle da massa de tecido adiposo em modelos animais de resistência à insulina.

Cascatas de fosforilação estimuladas pela insulina

Semelhante a outros fatores de crescimento, a insulina ativa a via da MAP (mitogen-activated protein) quinase. Essa via inicia-se com a fosforilação das proteínas IRS e/ou Shc, que interagem com a proteína Grb2. A Grb2 está constitutivamente associada à SOS, proteína que troca GDP por GTP da Ras, ativando-a. A ativação da Ras requer a participação da SHP2. Uma vez ativada, Ras estimula a fosforilação em serina da cascata da MAP quinase, o que estimula a proliferação e diferenciação celulares. O bloqueio farmacológico dessa via inibe a ação da insulina sobre o crescimento celular, mas não tem efeito nas ações metabólicas do hormônio.

Diversos estudos têm demonstrado que a ativação da via da MAP quinase pela insulina não está reduzida no diabetes tipo 2 e em outros estados de resistência à insulina, podendo até mesmo estar aumentada. Assim, a regulação diferencial da sinalização de insulina que ocorre nas artérias, com ativação normal ou aumentada da via da MAP quinase, poderia contribuir para o desenvolvimento de aterosclerose associada à resistência à insulina.

Regulação da síntese de glicogênio

A insulina inibe a produção e liberação de glicose no fígado através do bloqueio da neoglicogênese e glicogenólise (figura 2). A insulina estimula o acúmulo de glicogênio através do aumento do transporte de glicose no músculo e síntese de glicogênio no fígado e no músculo. Este último efeito é obtido via desfosforilação da glicogênio-sintetase. Após estímulo com insulina a Akt fosforila e inativa a GSK-3, o que diminui a taxa de fosforilação da glicogênio-sintetase, aumentando sua atividade. A insulina também ativa a proteína fosfatase 1, por um processo dependente da PI 3-quinase, que desfosforila a glicogênio-sintetase diretamente. Na neoglicogênese, a insulina inibe diretamente a transcrição de genes que codificam a fosfoenolpiruvato-carboxiquinase (PEPCK), enzima chave no controle desse processo. Este hormônio também diminui a taxa de transcrição do gene que codifica a frutose-1,6-bifosfatase e a glicose 6-fosfatase e aumenta a transcrição de genes de enzimas glicolíticas como a glicoquinase da piruvato quinase. Apenas recentemente tornou-se conhecido o mecanismo através do qual a insulina regula a expressão de genes no fígado, apesar do grande progresso na compreensão dos mecanismos de ação da insulina.

Experimentos genéticos no verme C. elegans identificaram um fator de transcrição da família forkhead denominado Daf16, como um efetor chave da sinalização de insulina. O ortólogo do Daf16 em mamíferos é um fator de transcrição conhecido por FoxO (FOrkhead boX-containing gene, O subfamily) e este tem ação negativa sobre a sinalização de insulina. As proteínas Foxo são substratos da Akt in vivo. Na ausência de insulina, Foxo1 permanece amplamente desfosforilada e localizada no núcleo, onde se liga ao PGC-1a (peroxisome proliferator activated receptor-g coactivator-1a) e Cbp/p300 para promover a transcrição dos genes Pck1 e G6pc. Na presença do estímulo desencadeado pela insulina através da via da PI 3-quinase, a Akt cataliza a fosforilação da Foxo1 em Ser253, resultando em saída deste fator do núcleo e promoção da produção hepática de glicose. A insulina promove a fosforilação do complexo Foxo1/PGC-1a, dissociando-o e permitindo que a Foxo1 se redistribua para o citoplasma.

A haploinsuficiência do gene da Foxo1 restaura a sensibilidade à insulina em camundongos resistentes à insulina através da redução da expressão hepática de genes glicogenéticos e do aumento da expressão de genes no tecido adiposo que elevam a sensibilidade à insulina. Ao contrário, mutações que resultam em aumento de função da Foxo1 no fígado resultam em diabetes melito em decorrência do aumento da produção hepática de glicose. Além de restaurar a sensibilidade à insulina em um modelo genético de resistência à insulina, a haploinsuficiência da Foxo1 protege contra diabetes induzido por dieta em camundongos, sugerindo que o controle dos níveis teciduais da Foxo1 pode representar um alvo terapêutico potencial para o diabetes.

A insulina também altera a quantidade de ácidos graxos livres liberados da gordura visceral. É necessário destacar que os ácidos graxos livres não são substratos da neoglicogênese, mas atuam modulando esta via de produção de glicose.

Fig. 02 - Clique na imagem para ampliar

Regulação da síntese e degradação de lipídios

A homeostase de lipídios em células de vertebrados é regulada por uma família de fatores de transcrição designada SREBP (sterol regulatory element-binding proteins) (figura 3). Estes fatores ativam diretamente a expressão de aproximadamente 30 genes implicados na síntese e captação de colesterol, ácidos graxos, triglicérides e fosfolipídios, assim como de NADPH, um cofator necessário para a síntese dessas moléculas. No fígado, três SREBPs regulam a produção de lipídios. SREBP-1c aumenta preferencialmente a transcrição de genes envolvidos na síntese de ácidos graxos, entre eles a acetil-CoA carboxilase (ACC), que converte a acetil-CoA em malonil-CoA e a ácido graxo-sintetase (FAS), que converte a malonil-CoA em palmitato. Uma ação clássica da insulina é estimular a síntese de ácidos graxos no fígado em períodos de excesso de carboidratos. Várias evidências sugerem que esses efeitos da insulina são mediados pelo aumento do SREBP-1c. In vivo, a quantidade total de SREBP-1c no fígado é reduzida pelo jejum, que suprime a secreção de insulina, e aumenta com a realimentação. De forma semelhante, os níveis de mRNA do SREBP-1c diminuem em animais com diabetes induzido por estreptozotocina e aumentam após tratamento com insulina.

A hiperexpressão do SREBP-1c no fígado de animais transgênicos previne a redução do mRNA das enzimas lipogênicas. Muitos indivíduos com obesidade e resistência à insulina apresentam esteatose hepática. As evidências indicam que a esteatose hepática da resistência à insulina é causada pelo acúmulo de SREBP-1c, que está elevado em resposta aos altos níveis circulantes de insulina. De maneira semelhante, os níveis de SREBP-1c estão elevados no fígado de camundongos ob/ob. Apesar da presença de resistência à insulina nos tecidos periféricos, a insulina continua a ativar a transcrição do SREBP-1c no fígado desses camundongos. O nível elevado de SREBP-1c nuclear aumenta a expressão de genes lipogênicos, a síntese de ácidos graxos e o acúmulo de triglicérides. Em adipócitos a insulina também reduz a lipólise através da inibição da lipase hormônio-sensível. Esta enzima é ativada pela PKA (proteína quinase A). A insulina inibe a atividade da PKA, ativando a fosfodiesterase AMP cíclico específica (PDE3B), que reduz os níveis de AMP cíclico nos adipócitos. A ativação da PDE3B é dependente e distal à ativação da PI 3-quinase e Akt pela insulina.

Fig. 03 - Clique na imagem para ampliar

O que causa resistência à insulina?

A resistência à insulina da obesidade e do diabetes tipo 2 é caracterizada por alterações em diversos pontos da via de transmissão do sinal da insulina, com redução da concentração e da atividade quinase do IR, da concentração e da fosforilação do IRS-1 e -2, da atividade da PI 3-quinase, da translocação dos transportadores de glicose (GLUTs) e da atividade das enzimas intracelulares. Isso pode ocorrer em paralelo à manutenção da ativação normal da via mitogênica, representada pela MAP quinase.

Fatores genéticos e adquiridos podem influenciar a sensibilidade à insulina. Defeitos genéticos no IR são relativamente raros, mas representam as formas mais graves de resistência à insulina, e são exemplificados pelo leprechaunismo, pela síndrome de Rabson Mendenhall e pela síndrome de resistência à insulina tipo A. Diferenças na apresentação clínica podem ser decorrentes da gravidade do defeito genético, da capacidade dos receptores mutantes de formar híbridos com outros receptores (por exemplo, o de IGF-1), e outros fatores de base, genéticos e adquiridos, que modificam o estado de resistência à insulina. A síndrome de resistência à insulina e o diabetes tipo 2 são poligênicos e podem envolver polimorfismos em vários genes que codificam as proteínas envolvidas nas vias de sinalização da insulina, na secreção de insulina e no metabolismo intermediário.

Deleções selecionadas de componentes da sinalização de insulina in vivo usando recombinação homóloga permitiram novas interpretações sobre a complexidade destes mecanismos. Embora alguns defeitos únicos na via de sinalização da insulina possam resultar em diabetes (knockout do IR, do IRS-2 ou da Akt2), outros não (knockout da subunidade p85 da PI 3-quinase, do IRS-1 e do GLUT4). Além disso, knockout de genes que estão envolvidos em “desligar” o sinal de insulina, como a PTP1B e a SHIP2, melhoram o diabetes em roedores obesos.

Combinações de knockouts foram produzidas para mimetizar o diabetes tipo 2 poligênico, com deleções heterozigotas do IR e do IRS-1; do IR, do IRS-1 e do IRS-2; e do IRS-1 e da glicoquinase. Em algumas dessas combinações houve clara evidência de epistasis genética (interação gene-gene). Por exemplo, embora o knockout heterozigoto do IR ou do IRS-1 isolados não resultem em diabetes, o knockout duplo-heterozigoto leva 50% dos camundongos a desenvolver diabetes. Este achado marcante propiciou novas possibilidades etiopatogênicas para o diabetes tipo 2, no qual alterações únicas na expressão do IR ou do IRS-1 geram alterações modestas na capacidade de transmissão intracelular do sinal, mas quando combinadas podem levar à doença.

Um modelo genético que produziu um fenótipo intrigante com relação à homeostase de glicose surgiu a partir dos knockouts das subunidades regulatórias p85a da PI 3-quinase. Embora a PI 3-quinase seja central nas ações metabólicas da insulina, o camundongo knockout heterozigoto para a p85a exibe aumento da sensibilidade à insulina. Além disso, quando essa mutação é produzida em conjunto com o duplo knockout heterozigoto IR/IRS-1, ela protege contra o diabetes. Esta surpreendente proteção parece ser decorrente de um fator único na via de sinalização da insulina, na qual o balanço estequiométrico entre a p85a, a subunidade catalítica p110 e as proteínas IRS é crítico para a transmissão do sinal.

A participação de tecidos específicos na patogênese da resistência à insulina e do diabetes tipo 2 tem sido explorada usando a tecnologia de recombinação de DNA Cre-lox para criar knockouts tecido-específicos do IR e do GLUT4. Apesar da ausência de diabetes em camundongos com knockout global de GLUT4, knockouts tecido-específicos do GLUT4 no músculo e tecido adiposo resultaram em diminuição acentuada da tolerância à glicose. Os knockouts tecido-específicos do IR também produziram resultados interessantes. Como observado acima, apesar do conhecimento prévio de que a insulina estimula a captação de glicose primariamente no músculo, camundongos com knockout do IR no músculo apresentam tolerância à glicose normal . Isto ocorre, ao menos parcialmente, como resultado do redirecionamento da captação de glicose para a gordura, com subseqüente aumento na massa de tecido adiposo, ácidos graxos livres circulantes e triglicérides. Camundongos com knockout adiposo-específico do IR também apresentam tolerância à glicose normal, enquanto o knockout fígado-específico do IR apresenta diminuição da tolerância à glicose e redução do clearence de insulina, com acentuada hiperinsulinemia.

Talvez os resultados mais surpreendentes, entretanto, tenham surgido de estudos de camundongos com knockout tecido-específicos do IR na célula beta e no sistema nervoso central. O primeiro exibe defeito acentuado na secreção de insulina estimulada por glicose, semelhante ao observado no diabetes tipo 2, enquanto o último exibe aumento da ingesta alimentar, adiposidade discreta, resistência à insulina e hipertrigliceridemia, assim como redução da fertilidade em decorrência de hipogonadismo hipotalâmico. Em conjunto, esses achados sugerem uma hipótese unificadora para o diabetes tipo 2, na qual a resistência à insulina em órgãos-alvo clássicos (fígado, músculo e tecido adiposo), combinada à resistência à insulina na célula beta, cérebro e outros tecidos, pode resultar no diabetes tipo 2.

Fig. 04 - Clique na imagem para ampliar

Inflamação, estresse e diabetes

A associação entre obesidade e diabetes tem sido reconhecida há décadas. No entanto, os mecanismos através dos quais o aumento de tecido adiposo pode resultar em defeitos sistêmicos da ação da insulina ainda não são completamente conhecidos. Diversos estudos clínicos e epidemiológicos realizados na última década têm demonstrado forte correlação entre metabolismo e imunidade, apoiando até mesmo teorias evolucionárias. Hoje está claro que, na obesidade e no diabetes tipo 2, vários tecidos sensíveis à insulina, particularmente o tecido adiposo, exibem um estado de inflamação crônica de baixo grau.

A sobrevivência de organismos multicelulares depende da sua habilidade para combater infecções e reparar danos e da capacidade de armazenar energia para os períodos de maior demanda energética ou escassez de nutrientes. Talvez por isso, durante a evolução, as vias imunológicas e metabólicas tenham sido altamente conservadas e interdependentes. Muitos hormônios, citocinas, proteínas sinalizadoras, fatores de transcrição e lipídios bioativos podem desempenhar tanto funções metabólicas quanto imunológicas. Além de usar as mesmas estruturas celulares, os sistemas metabólico e imunológico também se regulam um ao outro. A resposta inflamatória básica favorece um estado catabólico e suprime as vias anabólicas, incluindo a altamente conservada via de sinalização da insulina. A integração entre metabolismo e imunidade, altamente benéfica para a manutenção da homeostase em situações normais, pode tornar-se prejudicial em situações de desnutrição ou obesidade. A associação entre desnutrição e imunossupressão é bastante clara. No entanto, no último século, com a pandemia de obesidade, doenças inflamatórias associadas à sobrecarga metabólica têm se tornado cada vez mais comum: diabetes tipo 2, NAFLD (nonalcoholic fatty liver disease), inflamação de vias aéreas e aterosclerose.

Obesidade e inflamação

Pouco mais de uma década atrás, o primeiro elo molecular entre inflamação e obesidade, o fator de necrose tumoral-a (TNF-a), foi identificado quando descobriu-se que esta citocina inflamatória apresenta expressão aberrante no tecido adiposo de modelos animais de obesidade. Assim como nos camundongos, TNF-a é hiperexpresso no tecido adiposo e no músculo esquelético de humanos obesos. O tratamento de células em cultura ou de modelos animais com TNF-a recombinante reduz a ação da insulina, e camundongos obesos sem receptores de TNF-a ou com receptores não-funcionais têm melhor sensibilidade à insulina comparada aos seus controles. Assim, particularmente em modelos experimentais, está evidente que o produção aumentada de TNF-a no tecido adiposo é uma característica importante da obesidade que contribui significativamente para a resistência à insulina.

A partir de então, surgiram cada vez mais evidências da existência de uma resposta inflamatória ampla na obesidade, além da demonstração de que muitos mediadores inflamatórios exibem padrões de expressão e têm impacto sobre a ação da insulina semelhante ao TNF- na obesidade, em diversos modelos animais. Diversos estudos têm demonstrado que os genes de resposta inflamatória e de resposta ao stress estão entre os genes mais intensamente regulados no tecido adiposo de animais obesos. Algumas das citocinas inflamatórias que regulam o metabolismo também participam da regulação da resposta imune, como a leptina, adiponectina, resistina e visfatina.

Os lipídios também participam da regulação coordenada da inflamação e metabolismo. A elevação da concentração de lipídios no plasma ocorre na obesidade, infecção e em outros estados inflamatórios. A hiperlipidemia na obesidade contribui para o agravamento da resistência à insulina periférica e para o desenvolvimento da aterosclerose. É interessante notar que as alterações metabólicas da resposta inflamatória aguda são também pró-aterogênicas; assim, a alteração metabolismo de lipídios é benéfica de forma aguda na defesa contra infecções, mas é prejuducial se for mantida por longos períodos. Os lipídios bioativos também têm importância crítica na regulação de determinadas vias de sinalização através das FABPs (fatty acid-binding proteins) e de receptores nucleares.

O alto grau de coordenação entre as vias inflamatórias e metabólicas é ressaltado pela sobreposição das atividades e funções biológicas de macrófagos e adipócitos na obesidade. A expressão de genes por estes dois tipos celulares é muito semelhante.

Fig. 05 - Clique na imagem para ampliar

Vias inflamatórias e resistência à insulina

Fig. 06 - Clique na imagem para ampliar

Dentre outras quinases que podem fosforilar resíduos de serina no IRS-1 e assim, possivelmente, alterar a ação celular da insulina, estão algumas isoformas da PKC (e, a, d, b2 e q) e a MEK (MAP quinase quinase) 1/2. Recentemente, também foi descrito que a mTOR (mammalian target of rapamycin) pode fosforilar o IRS-1 em serina na presença do TNF-a. A supressão de serinas/treoninas-fosfatases ou a ativação de proteínas-tirosinas-fosfatases (PTPases) também pode ser importante na resistência à insulina provocada pelo TNF-a.

Além da via da JNK, outra via inflamatória ativada pelo TNF-a tem recebido muita atenção nos últimos anos devido ao seu potencial para estabelecer conexões entre resposta inflamatória e resistência à insulina: a via da IkK-NFkB (Fig. 7). Em células em cultura, o bloqueio da atividade desta via pode evitar o surgimento de resistência à insulina induzido pelo TNF-a. Em animais com obesidade induzida geneticamente ou por dieta, o bloqueio da atividade da IkKb através da administração de altas doses de salicilatos ou da mutação em um alelo da IkKb resulta em melhora da sensibilidade à insulina. A IkKb pode interferir na sinalização de insulina através de pelo menos duas vias: primeiro, ela pode fosforilar diretamente o IRS-1 em resíduos de serina; segundo, ela pode ativar indiretamente o NFkB, um fator de transcrição que, dentre outros alvos, pode estimular a produção de vários mediadores inflamatórios, incluindo o TNF-a e a IL-6. É interessante notar que, tanto IkKa quanto IkKb podem, in vitro, agir nos mesmos resíduos de serina que a JNK, o que levanta a possibilidade de existir um cross-talk entre essas duas vias na regulação da ação da insulina. A ativação destas quinases na obesidade, especialmente IkK e JNK, ressalta a sobreposição das vias metabólicas e inflamatórias: estas são as mesmas quinases que são ativadas na resposta imune inata pelo TLR (Toll-like receptor) em resposta aos LPS, peptidoglicanos, RNA de dupla fita e outros produtos microbianos.

Fig. 07 - Clique na imagem para ampliar

iNOS (inducible nitric oxide synthetase) e SOCS (suppressors of cytokine signaling), cujos genes são alvos das vias da JNK e IkK, também estão implicados na resistência à insulina promovida pelo TNF-a. A expressão da iNOS é estimulada pelo TNF-a e está elevada na obesidade; camundongos com mutações no gene da iNOS desenvolvem menos resistência à insulina associada à obesidade do que seus controles com gene intacto da iNOS. A expressão de várias isoformas de SOCS, especialmente da SOCS-3, aumenta na presença de TNF-a e na obesidade e pode induzir resistência à insulina, provavelmente através do aumento da degradação do IRS-1 mediada por proteossomos. Recentemente, um novo mecanismo de resistência à insulina foi descrito: a S-nitrosação do receptor de insulina, do IRS-1 e da Akt. O óxido nítrico produzido pela iNOS pode induzir resistência à insulina no músculo através de um mecanismo que envolve a S-nitrosação do IR, IRS-1 e Akt in vitro e também em modelos animais de obesidade e resistência à insulina.

Recentemente descobriu-se que vias de sinalização inflamatórias podem também ser ativadas pelo stress metabólico originado do interior da célula ou de moléculas sinalizadoras extracelulares. Foi demonstrado que a obesidade sobrecarrega a capacidade funcional do retículo endoplasmático (RE) e que este “stress do RE” leva à ativação de vias de sinalização inflamatórias e assim agrava a resistência à insulina. Além disso, o aumento do metabolismo de glicose pode levar a um aumento na produção mitocondrial de espécies reativas de oxigênio (EROs). O aumento da produção de EROs na obesidade leva à maior ativação de vias inflamatórias.

Fig. 08 - Clique na imagem para ampliar

Devido ao uso crescente de agonistas do PPARg (as tiazolidinedionas) como drogas sensibilizadoras da ação da insulina, tem-se avaliado melhor a capacidade que o TNF-a e o PPARg têm de se antagonizar mutuamente. As tiazolidinedionas podem suprimir a resposta inflamatória em geral e inibir a atividade transcripcional do promotor do TNF-a em particular, bem como antagonizar os efeitos da administração exógena de TNF-a in vivo e in vitro, independentemente do efeito adipogênico do PPARg 162. O acúmulo de colesterol nos macrófagos promove aterosclerose, e o acúmulo de lipídios no músculo e fígado promove resistência à insulina; no entanto, como foi observado em camundongos tratados com TZD e em camundongos que não expressam FABP, se os lipídios forem “forçados” a permanecer no tecido adiposo, a resistência à insulina presente na obesidade pode ser reduzida. Não está estabelecido ainda se, na obesidade, o aumento da resposta inflamatória em geral e o aumento da expressão do TNF-a em particular podem ser conseqüentes à redução da atividade do PPARg.

Na busca de alvos terapêuticos na via inflamatória para a resistência à insulina e diabetes, é bem possível que a modulação de mediadores individuais não seja uma estratégia efetiva pois outros componentes redundantes da via podem ser suficientes para continuar a propagação do sinal inflamatório inibidor da via metabólica. O bloqueio de citocinas inflamatórias individuais pode não proporcionar uma resposta tão ampla e robusta quanto, por exemplo, a inibição das quinases IkK e JNK, uma vez que estas últimas integram sinais acionados por diferentes citocinas. A via de stress do RE pode ser ainda mais central neste processo de integração, pois ela pode ativar tanto a JNK quanto a IkK; assim, a inibição do stress do RE através da adição de chaperones (proteínas responsáveis por auxiliar outras proteínas a adquirir sua conformação funcional) ou outros mecanismos poderia inibir estes dois braços da via inflamatória e restaurar a ação da insulina normal.

Fig. 09 - Clique na imagem para ampliar

Considerações evolucionárias

As relações entre a resposta imune e o controle metabólico são muito íntimas e suscitam muitas questões evolucionárias. Três conceitos fundamentais têm sido levantados. Primeiro, as estruturas que controlam funções metabólicas e imunológicas evoluíram de ancestrais comuns. O melhor exemplo é o corpo adiposo da Drosophila, o qual contém os homólogos do fígado, do sistema hematopoiético, de componentes do sistema imunológico e do tecido adiposo de mamíferos. Assim, pode-se especular que vias comuns possam regular tanto as funções metabólicas quanto as imunológicas através das mesmas moléculas. Segundo, a regulação coordenada do metabolismo e das funções imunológicas parece ser vantajosa, uma vez que o organismo precisa organizar e redistribuir seus recursos energéticos durante a instalação e o curso de respostas inflamatórias. Finalmente, a sobrevivência de espécies isoladas depende muito da habilidade de utilizar fontes de energia de forma eficaz para combater a fome e as infecções. Do ponto de vista evolutivo, a atual pandemia de obesidade poderia ser entendida como resultado da seleção de indivíduos que foram capazes de resistir, ao mesmo tempo, à escassez de alimentos e às infecções. No mundo atual, no entanto, isso favoreceria o desenvolvimento de respostas imunológicas intensas frente ao stress metabólico da obesidade/hiperalimentação, agravando e perpetuando a resistência à insulina através do eixo inflamatório-metabólico em humanos.

Falência da Célula Beta

Secretar insulina adequadamente para as demandas metabólicas, por disfunção secretória adquirida e (ou) diminuição da massa de células β . A disfunção secretória bem caracterizada é uma redução relativa da fase rápida de secreção de insulina, demonstrada durante o teste oral ou endovenoso de tolerância à glicose, ou mesmo após refeições mistas. Esta menor secreção pode ser conseqüência de alterações funcionais genéticas e (ou) adquiridas da célula β, mas a hipótese mais provável, para a maior parte dos casos de DM2, é que esta disfunção secretória seja conseqüência de redução da massa dessas células.

A massa de células β no adulto é plástica, e um ajuste nos mecanismos de crescimento e sobrevivência destas células é o que mantém o balanço entre oferta de insulina e demanda metabólica. Indivíduos obesos que não desenvolvem diabetes apresentam um aumento de massa das células beta, que parece compensar a maior necessidade metabólica da resistência à insulina associada à obesidade. Esta adaptação da célula beta não ocorre de maneira apropriada em obesos que desenvolvem diabetes. Nesse sentido, a maioria dos pacientes com DM2, magros ou obesos, apresenta uma redução de massa de células beta. Assim, o diabetes tipo 2 pode ser visto como uma doença de deficiência relativa de insulina.

Considerando-se o papel central da massa de células beta, determinando se um indivíduo irá progredir ou não para DM2, é necessário destacar, inicialmente, os mecanismos que controlam o crescimento e a sobrevivência da célula beta e, a seguir, as implicações na patogênese do DM2.

Mecanismos celulares que controlam a massa de células beta e implicações na patogênese do DM2

A massa de células beta é regulada por pelo menos quatro mecanismos independentes: replicação de células beta; tamanho da célula beta; neogênese da célula beta e apoptose. A contribuição desses mecanismos é variável e pode mudar em diferentes fases da vida ou frente a adaptações metabólicas. No período neonatal a replicação e neogênese dessas células estão aumentadas e apoptose é baixa . Há uma associação entre baixo peso ao nascer e desenvolvimento de DM2, e parece que esta neogênese e replicação, logo após o nascimento são críticas para a manutenção da massa de células beta na vida adulta. Na infância e adolescência a replicação, a neogênese e a apoptose diminuem de maneira marcante. No adulto o tamanho das células beta se mantém relativamente constantes, com baixa taxa de apoptose, compensada por replicação. Nos idosos a massa de células b pode se reduzir, porque a apoptose supera a capacidade de replicação. Isto pode explicar por que os idosos estão mais propensos a apresentar DM2.

Quando ocorre uma sobrecarga metabólica, como na obesidade, a massa de células beta aumenta, incrementando a replicação, a neogênese, e também ocorre hipertrofia.

Aproximadamente 1/3 dos obesos desenvolve diabetes, provavelmente em decorrência da predisposição genética que envolve esse controle da massa de células beta.

No DM2 há um maior grau de apoptose de células beta, provavelmente decorrente dos seguintes fatores: hiperglicemia, lipotoxicidade, stress oxidativo, stress do retículo endoplasmático e algumas citocinas. É importante destacar neste ponto, o papel do IRS-2 na sobrevivência da célula beta. O aumento de expressão do IRS-2 induz replicação, neogênese e maior sobrevida de células beta, e a diminuição de expressão desse substrato causa apoptose espontânea destas células. Assim, o IRS-2 é fundamental para a manutenção da massa de células b, promovendo a sobrevivência destas células, e mecanismos que induzem menor expressão ou maior degradação deste substrato do receptor de insulina podem contribuir para a instalação do DM2.

A hiperglicemia crônica, a geração de espécies reativas de oxigênio, o aumento dos níveis de ácidos graxos ativam serinas-quinases, como a PKC e a JNK, que podem induzir a fosforilação do IRS-2 em serina. Quando o IRS-2 está fosforilado em serina ele é mais facilmente degradado, deixando desprotegida a célula b. Algumas citocinas podem ter papel fundamental na apoptose de células b, e conseqüentemente na patogênese do DM2. Além da elevação dos níveis circulantes de TNFa e IL-6 em obesos, a hiperglicemia aumenta a expressão de IL-1 dentro das ilhotas. Estas citocinas, ativando serinas quinases como IKKb e JNK também vão induzir fosforilação em serina do IRS-2, com conseqüente degradação deste substrato, induzindo apoptose de células beta.

Fig. 10 - Clique na imagem para ampliar

Conclusões

O DM2 apresenta resistência à ação da insulina no tecido muscular, no adiposo e no fígado, acompanhado de menor secreção de insulina. Nos últimos anos, ficou evidente que inúmeros fatores podem regular negativamente a ação da insulina, agindo tanto no receptor de insulina quanto em moléculas pós-receptor. Assim, diversos fatores produzidos por adipócitos podem promover a ativação de serinas-quinases, especialmente a IKK e a JNK, capazes de fosforilar moléculas da via em resíduos de serina, como IRS-1 e -2, inibindo a sinalização da insulina. Estas alterações podem explicar a resistência à insulina no fígado, músculo e adiposo, e na célula b esta regulação acelera a apoptose, reduzindo a massa dessas células. Assim, é possível que mecanismos comuns possam explicar a resistência e a alteração de secreção de insulina, processos essenciais na patogênese do DM2. Naturalmente, polimorfismos genéticos podem facilitar o efeito da obesidade, da inatividade física e do envelhecimento nessa regulação, justificando a base poligênica e ambiental do DM2. Apesar da necessidade de se definir muitas outras etapas desta via, todas estas descobertas abrem novas perspectivas para o tratamento e prevenção da síndrome de resistência à insulina e do diabetes tipo 2.

Referências bibliográficas

1. Pessin JE, Saltiel AR. Signaling pathways in insulin action: molecular targets of insulin resistance. J Clin Invest 2000 July;106(2):165-9.
2. Ebina Y, Ellis L, Jarnagin K, Edery M, Graf L, Clauser E, Ou JH, Masiarz F, Kan YW, Goldfine ID, . The human insulin receptor cDNA: the structural basis for hormone-activated transmembrane signalling. Cell 1985 April;40(4):747-58.
3. White MF, Haring HU, Kasuga M, Kahn CR. Kinetic properties and sites of autophosphorylation of the partially purified insulin receptor from hepatoma cells. J Biol Chem 1984 January 10;259(1):255-64.
4. White MF, Shoelson SE, Keutmann H, Kahn CR. A cascade of tyrosine autophosphorylation in the beta-subunit activates the phosphotransferase of the insulin receptor. J Biol Chem 1988 February 25;263(6):2969-80.
5. Patti ME, Kahn CR. The insulin receptor--a critical link in glucose homeostasis and insulin action. J Basic Clin Physiol Pharmacol 1998;9(2-4):89-109.
6. White MF. The IRS-signalling system: a network of docking proteins that mediate insulin action. Mol Cell Biochem 1998 May;182(1-2):3-11.
7. Carvalheira JB, Siloto RM, Ignacchitti I, Brenelli SL, Carvalho CR, Leite A, Velloso LA, Gontijo JA, Saad MJ. Insulin modulates leptin-induced STAT3 activation in rat hypothalamus. FEBS Lett 2001 July 6;500(3):119-24.
8. Pessin JE, Saltiel AR. Signaling pathways in insulin action: molecular targets of insulin resistance. J Clin Invest 2000 July;106(2):165-9.
9. Rojas FA, Carvalho CR, Paez-Espinosa V, Saad MJ. Regulation of cardiac Jak-2 in animal models of insulin resistance. IUBMB Life 2000 June;49(6):501-9.
10. Velloso LA, Carvalho CR, Rojas FA, Folli F, Saad MJ. Insulin signalling in heart involves insulin receptor substrates-1 and -2, activation of phosphatidylinositol 3-kinase and the JAK 2-growth related pathway. Cardiovasc Res 1998 October;40(1):96-102.
11. Araki E, Lipes MA, Patti ME, Bruning JC, Haag B3, Johnson RS, Kahn CR. Alternative pathway of insulin signalling in mice with targeted disruption of the IRS-1 gene. Nature 1994;372(6502):186-90.
12. Withers DJ, Gutierrez JS, Towery H, Burks DJ, Ren JM, Previs S, Zhang Y, Bernal D, Pons S, Shulman GI, Bonner-Weir S, White MF. Disruption of IRS-2 causes type 2 diabetes in mice. Nature 1998 February 26;391(6670):900-4.
13. Liu SC, Wang Q, Lienhard GE, Keller SR. Insulin receptor substrate 3 is not essential for growth or glucose homeostasis. J Biol Chem 1999 June 18;274(25):18093-9.
14. Fantin VR, Wang Q, Lienhard GE, Keller SR. Mice lacking insulin receptor substrate 4 exhibit mild defects in growth, reproduction, and glucose homeostasis. Am J Physiol Endocrinol Metab 2000 January;278(1):E127-E133.
15. Folli F, Saad MJ, Backer JM, Kahn CR. Insulin stimulation of phosphatidylinositol 3-kinase activity and association with insulin receptor substrate 1 in liver and muscle of the intact rat. J Biol Chem 1992 November 5;267(31):22171-7.
16. Saad MJ, Araki E, Miralpeix M, Rothenberg PL, White MF, Kahn CR. Regulation of insulin receptor substrate-1 in liver and muscle of animal models of insulin resistance. J Clin Invest 1992 November;90(5):1839-49.
17. Saad MJ, Folli F, Kahn JA, Kahn CR. Modulation of insulin receptor, insulin receptor substrate-1, and phosphatidylinositol 3-kinase in liver and muscle of dexamethasone-treated rats. J Clin Invest 1993 October;92(4):2065-72.
18. Shepherd PR, Nave BT, Siddle K. Insulin stimulation of glycogen synthesis and glycogen synthase activity is blocked by wortmannin and rapamycin in 3T3-L1 adipocytes: evidence for the involvement of phosphoinositide 3-kinase and p70 ribosomal protein-S6 kinase. Biochem J 1995;305(Pt 1):25-8.
19. Czech MP, Corvera S. Signaling mechanisms that regulate glucose transport. J Biol Chem 1999 January 22;274(4):1865-8.
20. Backer JM, Myers MG, Jr., Shoelson SE, Chin DJ, Sun XJ, Miralpeix M, Hu P, Margolis B, Skolnik EY, Schlessinger J. Phosphatidylinositol 3'-kinase is activated by association with IRS-1 during insulin stimulation. EMBO J 1992 September;11(9):3469-79.
21. Lietzke SE, Bose S, Cronin T, Klarlund J, Chawla A, Czech MP, Lambright DG. Structural basis of 3-phosphoinositide recognition by pleckstrin homology domains. Mol Cell 2000;6(2):385-94.
22. Kessler A, Uphues I, Ouwens DM, Till M, Eckel J. Diversification of cardiac insulin signaling involves the p85 alpha/beta subunits of phosphatidylinositol 3-kinase. Am J Physiol Endocrinol Metab 2001 January;280(1):E65-E74.
23. Alessi DR, James SR, Downes CP, Holmes AB, Gaffney PR, Reese CB, Cohen P. Characterization of a 3-phosphoinositide-dependent protein kinase which phosphorylates and activates protein kinase Balpha. Curr Biol 1997;7(4):261-9.
24. Kim YB, Nikoulina SE, Ciaraldi TP, Henry RR, Kahn BB. Normal insulin-dependent activation of Akt/protein kinase B, with diminished activation of phosphoinositide 3-kinase, in muscle in type 2 diabetes. [see comments.]. J Clin Invest 1999;104(6):733-41.
25. Kitamura T, Ogawa W, Sakaue H, Hino Y, Kuroda S, Takata M, Matsumoto M, Maeda T, Konishi H, Kikkawa U, Kasuga M. Requirement for activation of the serine-threonine kinase Akt (protein kinase B) in insulin stimulation of protein synthesis but not of glucose transport. Mol Cell Biol 1998 July;18(7):3708-17.
26. Bandyopadhyay G, Standaert ML, Zhao L, Yu B, Avignon A, Galloway L, Karnam P, Moscat J, Farese RV. Activation of protein kinase C (alpha, beta, and zeta) by insulin in 3T3/L1 cells. Transfection studies suggest a role for PKC-zeta in glucose transport. J Biol Chem 1997 January 24;272(4):2551-8.
27. Kohn AD, Summers SA, Birnbaum MJ, Roth RA. Expression of a constitutively active Akt Ser/Thr kinase in 3T3-L1 adipocytes stimulates glucose uptake and glucose transporter 4 translocation. J Biol Chem 1996 December 6;271(49):31372-8.
28. Kotani K, Ogawa W, Matsumoto M, Kitamura T, Sakaue H, Hino Y, Miyake K, Sano W, Akimoto K, Ohno S, Kasuga M. Requirement of atypical protein kinase clambda for insulin stimulation of glucose uptake but not for Akt activation in 3T3-L1 adipocytes. Mol Cell Biol 1998 December;18(12):6971-82.
29. Pessin JE, Thurmond DC, Elmendorf JS, Coker KJ, Okada S. Molecular basis of insulin-stimulated GLUT4 vesicle trafficking. Location! Location! Location! J Biol Chem 1999 January 29;274(5):2593-6.
30. Rea S, James DE. Moving GLUT4: the biogenesis and trafficking of GLUT4 storage vesicles. Diabetes 1997 November;46(11):1667-77.
31. Pessin JE, Saltiel AR. Signaling pathways in insulin action: molecular targets of insulin resistance. J Clin Invest 2000 July;106(2):165-9.
32. Ribon V, Saltiel AR. Insulin stimulates tyrosine phosphorylation of the proto-oncogene product of c-Cbl in 3T3-L1 adipocytes. Biochem J 1997 June 15;324 ( Pt 3):839-45.
33. Ribon V, Printen JA, Hoffman NG, Kay BK, Saltiel AR. A novel, multifuntional c-Cbl binding protein in insulin receptor signaling in 3T3-L1 adipocytes. Mol Cell Biol 1998 February;18(2):872-9.
34. Baumann CA, Ribon V, Kanzaki M, Thurmond DC, Mora S, Shigematsu S, Bickel PE, Pessin JE, Saltiel AR. CAP defines a second signalling pathway required for insulin-stimulated glucose transport. Nature 2000 September 14;407(6801):202-7.
35. Chiang SH, Baumann CA, Kanzaki M, Thurmond DC, Watson RT, Neudauer CL, Macara IG, Pessin JE, Saltiel AR. Insulin-stimulated GLUT4 translocation requires the CAP-dependent activation of TC10. Nature 2001 April 19;410(6831):944-8.
36. Chiang SH, Baumann CA, Kanzaki M, Thurmond DC, Watson RT, Neudauer CL, Macara IG, Pessin JE, Saltiel AR. Insulin-stimulated GLUT4 translocation requires the CAP-dependent activation of TC10. Nature 2001 April 19;410(6831):944-8.
37. Thirone AC, Carvalheira JB, Hirata AE, Velloso LA, Saad MJ. Regulation of Cbl-associated protein/Cbl pathway in muscle and adipose tissues of two animal models of insulin resistance. Endocrinology 2004 January;145(1):281-93.
38. Paez-Espinosa EV, Rocha EM, Velloso LA, Boschero AC, Saad MJ. Insulin-induced tyrosine phosphorylation of Shc in liver, muscle and adipose tissue of insulin resistant rats. Mol Cell Endocrinol 1999 October 25;156(1-2):121-9.
39. Boulton TG, Nye SH, Robbins DJ, Ip NY, Radziejewska E, Morgenbesser SD, DePinho RA, Panayotatos N, Cobb MH, Yancopoulos GD. ERKs: a family of protein-serine/threonine kinases that are activated and tyrosine phosphorylated in response to insulin and NGF. Cell 1991;65(4):663-75.
40. Lazar DF, Wiese RJ, Brady MJ, Mastick CC, Waters SB, Yamauchi K, Pessin JE, Cuatrecasas P, Saltiel AR. Mitogen-activated protein kinase kinase inhibition does not block the stimulation of glucose utilization by insulin. J Biol Chem 1995;270(35):20801-7.
41. Cusi K, Maezono K, Osman A, Pendergrass M, Patti ME, Pratipanawatr T, DeFronzo RA, Kahn CR, Mandarino LJ. Insulin resistance differentially affects the PI 3-kinase- and MAP kinase-mediated signaling in human muscle. J Clin Invest 2000;105(3):311-20.
42. Jiang ZY, Lin YW, Clemont A, Feener EP, Hein KD, Igarashi M, Yamauchi T, White MF, King GL. Characterization of selective resistance to insulin signaling in the vasculature of obese Zucker (fa/fa) rats. J Clin Invest 1999;104(4):447-57.
43. Zecchin HG, Bezerra RM, Carvalheira JB, Carvalho-Filho MA, Metze K, Franchini KG, Saad MJ. Insulin signalling pathways in aorta and muscle from two animal models of insulin resistance-the obese middle-aged and the spontaneously hypertensive rats. Diabetologia 2003 April;46(4):479-91.
44. Cross DA, Alessi DR, Cohen P, Andjelkovich M, Hemmings BA. Inhibition of glycogen synthase kinase-3 by insulin mediated by protein kinase B. Nature 1995 December 21;378(6559):785-9.
45. Brady MJ, Nairn AC, Saltiel AR. The regulation of glycogen synthase by protein phosphatase 1 in 3T3-L1 adipocytes. Evidence for a potential role for DARPP-32 in insulin action. J Biol Chem 1997 November 21;272(47):29698-703.
46. Pilkis SJ, Granner DK. Molecular physiology of the regulation of hepatic gluconeogenesis and glycolysis. Annu Rev Physiol 1992;54:885-909.
47. Sutherland C, O'Brien RM, Granner DK. New connections in the regulation of PEPCK gene expression by insulin. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 1996 February 29;351(1336):191-9.
48. Ogg S, Paradis S, Gottlieb S, Patterson GI, Lee L, Tissenbaum HA, Ruvkun G. The Fork head transcription factor DAF-16 transduces insulin-like metabolic and longevity signals in C. elegans. Nature 1997 October 30;389(6654):994-9.
49. Arden KC, Biggs WH, III. Regulation of the FoxO family of transcription factors by phosphatidylinositol-3 kinase-activated signaling. Arch Biochem Biophys
50. 2002 July 15;403(2):292-8.
51. Puigserver P, Rhee J, Donovan J, Walkey CJ, Yoon JC, Oriente F, Kitamura Y, Altomonte J, Dong H, Accili D, Spiegelman BM. Insulin-regulated hepatic gluconeogenesis through FOXO1-PGC-1alpha interaction. Nature 2003 May 29;423(6939):550-5.
52. Nasrin N, Ogg S, Cahill CM, Biggs W, Nui S, Dore J, Calvo D, Shi Y, Ruvkun G, Alexander-Bridges MC. DAF-16 recruits the CREB-binding protein coactivator complex to the insulin-like growth factor binding protein 1 promoter in HepG2 cells. Proc Natl Acad Sci U S A 2000 September 12;97(19):10412-7.
53. Nakae J, Biggs WH, III, Kitamura T, Cavenee WK, Wright CV, Arden KC, Accili D. Regulation of insulin action and pancreatic beta-cell function by mutated alleles of the gene encoding forkhead transcription factor Foxo1. Nat Genet 2002 October;32(2):245-53.
54. Nakae J, Kitamura T, Kitamura Y, Biggs WH, III, Arden KC, Accili D. The forkhead transcription factor Foxo1 regulates adipocyte differentiation. Dev Cell
55. 2003 January;4(1):119-29.
56. Bergman RN. New concepts in extracellular signaling for insulin action: the single gateway hypothesis. Recent Prog Horm Res 1997;52:359-85.
57. Brown MS, Goldstein JL. The SREBP pathway: regulation of cholesterol metabolism by proteolysis of a membrane-bound transcription factor. Cell 1997 May 2;89(3):331-40.
58. Edwards PA, Tabor D, Kast HR, Venkateswaran A. Regulation of gene expression by SREBP and SCAP. Biochim Biophys Acta 2000 December 15;1529(1-3):103-13.
59. Horton JD, Shimomura I. Sterol regulatory element-binding proteins: activators of cholesterol and fatty acid biosynthesis. Curr Opin Lipidol 1999 April;10(2):143-50.
60. Sakakura Y, Shimano H, Sone H, Takahashi A, Inoue N, Toyoshima H, Suzuki S, Yamada N, Inoue K. Sterol regulatory element-binding proteins induce an entire pathway of cholesterol synthesis. Biochem Biophys Res Commun 2001 August 10;286(1):176-83.
61. Foretz M, Guichard C, Ferre P, Foufelle F. Sterol regulatory element binding protein-1c is a major mediator of insulin action on the hepatic expression of glucokinase and lipogenesis-related genes. Proc Natl Acad Sci U S A 1999 October 26;96(22):12737-42.
62. Foretz M, Pacot C, Dugail I, Lemarchand P, Guichard C, Le L, X, Berthelier-Lubrano C, Spiegelman B, Kim JB, Ferre P, Foufelle F. ADD1/SREBP-1c is required in the activation of hepatic lipogenic gene expression by glucose. Mol Cell Biol 1999 May;19(5):3760-8.
63. Shimomura I, Bashmakov Y, Ikemoto S, Horton JD, Brown MS, Goldstein JL. Insulin selectively increases SREBP-1c mRNA in the livers of rats with streptozotocin-induced diabetes. Proc Natl Acad Sci U S A 1999 November 23;96(24):13656-61.
64. Horton JD, Bashmakov Y, Shimomura I, Shimano H. Regulation of sterol regulatory element binding proteins in livers of fasted and refed mice. Proc Natl Acad Sci U S A 1998 May 26;95(11):5987-92.
65. Shimomura I, Hammer RE, Ikemoto S, Brown MS, Goldstein JL. Leptin reverses insulin resistance and diabetes mellitus in mice with congenital lipodystrophy. Nature 1999 September 2;401(6748):73-6.
66. Shimomura I, Hammer RE, Ikemoto S, Brown MS, Goldstein JL. Leptin reverses insulin resistance and diabetes mellitus in mice with congenital lipodystrophy. Nature 1999 September 2;401(6748):73-6.
67. Shimomura I, Bashmakov Y, Horton JD. Increased levels of nuclear SREBP-1c associated with fatty livers in two mouse models of diabetes mellitus. J Biol Chem 1999 October 15;274(42):30028-32.
68. Shimomura I, Bashmakov Y, Horton JD. Increased levels of nuclear SREBP-1c associated with fatty livers in two mouse models of diabetes mellitus. J Biol Chem 1999 October 15;274(42):30028-32.
69. Shimomura I, Matsuda M, Hammer RE, Bashmakov Y, Brown MS, Goldstein JL. Decreased IRS-2 and increased SREBP-1c lead to mixed insulin resistance and sensitivity in livers of lipodystrophic and ob/ob mice. Mol Cell 2000 July;6(1):77-86.
70. Anthonsen MW, Ronnstrand L, Wernstedt C, Degerman E, Holm C. Identification of novel phosphorylation sites in hormone-sensitive lipase that are phosphorylated in response to isoproterenol and govern activation properties in vitro. J Biol Chem 1998 January 2;273(1):215-21.
71. Kitamura T, Kitamura Y, Kuroda S, Hino Y, Ando M, Kotani K, Konishi H, Matsuzaki H, Kikkawa U, Ogawa W, Kasuga M. Insulin-induced phosphorylation and activation of cyclic nucleotide phosphodiesterase 3B by the serine-threonine kinase Akt. Mol Cell Biol 1999 September;19(9):6286-96.
72. Pessin JE, Saltiel AR. Signaling pathways in insulin action: molecular targets of insulin resistance. J Clin Invest 2000 July;106(2):165-9.
73. Zecchin HG, Bezerra RM, Carvalheira JB, Carvalho-Filho MA, Metze K, Franchini KG, Saad MJ. Insulin signalling pathways in aorta and muscle from two animal models of insulin resistance-the obese middle-aged and the spontaneously hypertensive rats. Diabetologia 2003 April;46(4):479-91.
74. Taylor SI, Kadowaki T, Accili D, Cama A, Kadowaki H, McKeon C, Moncada V, Marcus-Samuels B, Bevins C, Ojamaa K, . Mutations in the insulin receptor gene in genetic forms of insulin resistance. Recent Prog Horm Res 1990;46:185-213.
75. Kahn CR, Flier JS, Bar RS, Archer JA, Gorden P, Martin MM, Roth J. The syndromes of insulin resistance and acanthosis nigricans. Insulin-receptor disorders in man. N Engl J Med 1976 April 1;294(14):739-45.
76. Stern MP. Strategies and prospects for finding insulin resistance genes. J Clin Invest 2000 August;106(3):323-7.
77. Elchebly M, Payette P, Michaliszyn E, Cromlish W, Collins S, Loy AL, Normandin D, Cheng A, Himms-Hagen J, Chan CC, Ramachandran C, Gresser MJ, Tremblay ML, Kennedy BP. Increased insulin sensitivity and obesity resistance in mice lacking the protein tyrosine phosphatase-1B gene. Science 1999 March 5;283(5407):1544-8.
78. Ogg S, Ruvkun G. The C. elegans PTEN homolog, DAF-18, acts in the insulin receptor-like metabolic signaling pathway. Mol Cell 1998 December;2(6):887-93.
79. Bruning JC, Winnay J, Bonner-Weir S, Taylor SI, Accili D, Kahn CR. Development of a novel polygenic model of NIDDM in mice heterozygous for IR and IRS-1 null alleles. Cell 1997 February 21;88(4):561-72.
80. Kido Y, Burks DJ, Withers D, Bruning JC, Kahn CR, White MF, Accili D. Tissue-specific insulin resistance in mice with mutations in the insulin receptor, IRS-1, and IRS-2. J Clin Invest 2000 January;105(2):199-205.
81. Terauchi Y, Iwamoto K, Tamemoto H, Komeda K, Ishii C, Kanazawa Y, Asanuma N, Aizawa T, Akanuma Y, Yasuda K, Kodama T, Tobe K, Yazaki Y, Kadowaki T. Development of non-insulin-dependent diabetes mellitus in the double knockout mice with disruption of insulin receptor substrate-1 and beta cell glucokinase genes. Genetic reconstitution of diabetes as a polygenic disease. J Clin Invest 1997 March 1;99(5):861-6.
82. Fruman DA, Mauvais-Jarvis F, Pollard DA, Yballe CM, Brazil D, Bronson RT, Kahn CR, Cantley LC. Hypoglycaemia, liver necrosis and perinatal death in mice lacking all isoforms of phosphoinositide 3-kinase p85 alpha. Nat Genet 2000 November;26(3):379-82.
83. Terauchi Y, Tsuji Y, Satoh S, Minoura H, Murakami K, Okuno A, Inukai K, Asano T, Kaburagi Y, Ueki K, Nakajima H, Hanafusa T, Matsuzawa Y, Sekihara H, Yin Y, Barrett JC, Oda H, Ishikawa T, Akanuma Y, Komuro I, Suzuki M, Yamamura K, Kodama T, Suzuki H, Kadowaki T, . Increased insulin sensitivity and hypoglycaemia in mice lacking the p85 alpha subunit of phosphoinositide 3-kinase. Nat Genet 1999 February;21(2):230-5.
84. Chen D, Mauvais-Jarvis F, Bluher M, Fisher SJ, Jozsi A, Goodyear LJ, Ueki K, Kahn CR. p50alpha/p55alpha phosphoinositide 3-kinase knockout mice exhibit enhanced insulin sensitivity. Mol Cell Biol 2004 January;24(1):320-9.
85. Mauvais-Jarvis F, Kulkarni RN, Kahn CR. Knockout models are useful tools to dissect the pathophysiology and genetics of insulin resistance. Clin Endocrinol (Oxf) 2002 July;57(1):1-9.
86. Mauvais-Jarvis F, Ueki K, Fruman DA, Hirshman MF, Sakamoto K, Goodyear LJ, Iannacone M, Accili D, Cantley LC, Kahn CR. Reduced expression of the murine p85alpha subunit of phosphoinositide 3-kinase improves insulin signaling and ameliorates diabetes. J Clin Invest 2002 January;109(1):141-9.
87. Bruning JC, Michael MD, Winnay JN, Hayashi T, Horsch D, Accili D, Goodyear LJ, Kahn CR. A muscle-specific insulin receptor knockout exhibits features of the metabolic syndrome of NIDDM without altering glucose tolerance. Mol Cell 1998 November;2(5):559-69.
88. Bruning JC, Gautam D, Burks DJ, Gillette J, Schubert M, Orban PC, Klein R, Krone W, Muller-Wieland D, Kahn CR. Role of brain insulin receptor in control of body weight and reproduction. Science 2000 September 22;289(5487):2122-5.
89. Kulkarni RN, Winnay JN, Daniels M, Bruning JC, Flier SN, Hanahan D, Kahn CR. Altered function of insulin receptor substrate-1-deficient mouse islets and cultured beta-cell lines. J Clin Invest 1999 December;104(12):R69-R75.
90. Michael MD, Kulkarni RN, Postic C, Previs SF, Shulman GI, Magnuson MA, Kahn CR. Loss of insulin signaling in hepatocytes leads to severe insulin resistance and progressive hepatic dysfunction. Mol Cell 2000 July;6(1):87-97.
91. Abel ED, Peroni O, Kim JK, Kim YB, Boss O, Hadro E, Minnemann T, Shulman GI, Kahn BB. Adipose-selective targeting of the GLUT4 gene impairs insulin action in muscle and liver. Nature 2001 February 8;409(6821):729-33.
92. Zisman A, Peroni OD, Abel ED, Michael MD, Mauvais-Jarvis F, Lowell BB, Wojtaszewski JF, Hirshman MF, Virkamaki A, Goodyear LJ, Kahn CR, Kahn BB. Targeted disruption of the glucose transporter 4 selectively in muscle causes insulin resistance and glucose intolerance. Nat Med 2000 August;6(8):924-8.
93. Katz EB, Stenbit AE, Hatton K, DePinho R, Charron MJ. Cardiac and adipose tissue abnormalities but not diabetes in mice deficient in GLUT4. Nature 1995 September 14;377(6545):151-5.
94. Zisman A, Peroni OD, Abel ED, Michael MD, Mauvais-Jarvis F, Lowell BB, Wojtaszewski JF, Hirshman MF, Virkamaki A, Goodyear LJ, Kahn CR, Kahn BB. Targeted disruption of the glucose transporter 4 selectively in muscle causes insulin resistance and glucose intolerance. Nat Med 2000 August;6(8):924-8.
95. Abel ED, Peroni O, Kim JK, Kim YB, Boss O, Hadro E, Minnemann T, Shulman GI, Kahn BB. Adipose-selective targeting of the GLUT4 gene impairs insulin action in muscle and liver. Nature 2001 February 8;409(6821):729-33.
96. Bruning JC, Michael MD, Winnay JN, Hayashi T, Horsch D, Accili D, Goodyear LJ, Kahn CR. A muscle-specific insulin receptor knockout exhibits features of the metabolic syndrome of NIDDM without altering glucose tolerance. Mol Cell 1998 November;2(5):559-69.
97. Kim JK, Michael MD, Previs SF, Peroni OD, Mauvais-Jarvis F, Neschen S, Kahn BB, Kahn CR, Shulman GI. Redistribution of substrates to adipose tissue promotes obesity in mice with selective insulin resistance in muscle. J Clin Invest 2000 June;105(12):1791-7.
98. Michael MD, Kulkarni RN, Postic C, Previs SF, Shulman GI, Magnuson MA, Kahn CR. Loss of insulin signaling in hepatocytes leads to severe insulin resistance and progressive hepatic dysfunction. Mol Cell 2000 July;6(1):87-97.
99. Bruning JC, Gautam D, Burks DJ, Gillette J, Schubert M, Orban PC, Klein R, Krone W, Muller-Wieland D, Kahn CR. Role of brain insulin receptor in control of body weight and reproduction. Science 2000 September 22;289(5487):2122-5.
100. Duncan BB, Schmidt MI. Chronic activation of the innate immune system may underlie the metabolic syndrome. Sao Paulo Med J 2001 May 3;119(3):122-7.
101. Khovidhunkit W, Kim MS, Memon RA, Shigenaga JK, Moser AH, Feingold KR, Grunfeld C. Effects of infection and inflammation on lipid and lipoprotein metabolism: mechanisms and consequences to the host. J Lipid Res 2004 July;45(7):1169-96.
102. Hotamisligil GS. diabetes mellitus: a fundamental and clinical text. D.T.S. LeRoith and J.M. Olefsky, editors. 3rd edition. 3rd edition ed. New York, NY, USA.: 2005.
103. Hotamisligil GS, Shargill NS, Spiegelman BM. Adipose expression of tumor necrosis factor-alpha: direct role in obesity-linked insulin resistance. Science 1993 January 1;259(5091):87-91
104. Hotamisligil GS, Arner P, Caro JF, Atkinson RL, Spiegelman BM. Increased adipose tissue expression of tumor necrosis factor-alpha in human obesity and insulin resistance. J Clin Invest 1995 May;95(5):2409-15.
105. Kern PA, Saghizadeh M, Ong JM, Bosch RJ, Deem R, Simsolo RB. The expression of tumor necrosis factor in human adipose tissue. Regulation by obesity, weight loss, and relationship to lipoprotein lipase. J Clin Invest 1995 May;95(5):2111-9.
106. Saghizadeh M, Ong JM, Garvey WT, Henry RR, Kern PA. The expression of TNF alpha by human muscle. Relationship to insulin resistance. J Clin Invest 1996 February 15;97(4):1111-6.
107. Hotamisligil GS, Shargill NS, Spiegelman BM. Adipose expression of tumor necrosis factor-alpha: direct role in obesity-linked insulin resistance. Science 1993 January 1;259(5091):87-91.
108. Uysal KT, Wiesbrock SM, Marino MW, Hotamisligil GS. Protection from obesity-induced insulin resistance in mice lacking TNF-alpha function. Nature 1997 October 9;389(6651):610-4.
109. Uysal KT, Wiesbrock SM, Hotamisligil GS. Functional analysis of tumor necrosis factor (TNF) receptors in TNF-alpha-mediated insulin resistance in genetic obesity. Endocrinology 1998 December;139(12):4832-8.
110. Dandona P, Weinstock R, Thusu K, Abdel-Rahman E, Aljada A, Wadden T. Tumor necrosis factor-alpha in sera of obese patients: fall with weight loss. J Clin Endocrinol Metab 1998 August;83(8):2907-10.
111. Hotamisligil GS, Budavari A, Murray D, Spiegelman BM. Reduced tyrosine kinase activity of the insulin receptor in obesity-diabetes. Central role of tumor necrosis factor-alpha. J Clin Invest 1994 October;94(4):1543-9.
112. Weisberg SP, McCann D, Desai M, Rosenbaum M, Leibel RL, Ferrante AW, Jr. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J Clin Invest 2003 December;112(12):1796-808.
113. Xu H, Barnes GT, Yang Q, Tan G, Yang D, Chou CJ, Sole J, Nichols A, Ross JS, Tartaglia LA, Chen H. Chronic inflammation in fat plays a crucial role in the development of obesity-related insulin resistance. J Clin Invest 2003 December;112(12):1821-30.
114. Berg AH, Combs TP, Du X, Brownlee M, Scherer PE. The adipocyte-secreted protein Acrp30 enhances hepatic insulin action. Nat Med 2001 August;7(8):947-53.
115. Fukuhara A, Matsuda M, Nishizawa M, Segawa K, Tanaka M, Kishimoto K, Matsuki Y, Murakami M, Ichisaka T, Murakami H, Watanabe E, Takagi T, Akiyoshi M, Ohtsubo T, Kihara S, Yamashita S, Makishima M, Funahashi T, Yamanaka S, Hiramatsu R, Matsuzawa Y, Shimomura I. Visfatin: a protein secreted by visceral fat that mimics the effects of insulin. Science 2005 January 21;307(5708):426-30.
116. Steppan CM, Lazar MA. The current biology of resistin. J Intern Med 2004 April;255(4):439-47.
117. Khovidhunkit W, Kim MS, Memon RA, Shigenaga JK, Moser AH, Feingold KR, Grunfeld C. Effects of infection and inflammation on lipid and lipoprotein metabolism: mechanisms and consequences to the host. J Lipid Res 2004 July;45(7):1169-96.
118. Wellen KE, Hotamisligil GS. Inflammation, stress, and diabetes. J Clin Invest 2005 May;115(5):1111-9.
119. Bouloumie A, Sengenes C, Portolan G, Galitzky J, Lafontan M. Adipocyte produces matrix metalloproteinases 2 and 9: involvement in adipose differentiation. Diabetes 2001 September;50(9):2080-6.
120. Hotamisligil GS, Shargill NS, Spiegelman BM. Adipose expression of tumor necrosis factor-alpha: direct role in obesity-linked insulin resistance. Science 1993 January 1;259(5091):87-91.
121. Makowski L, Boord JB, Maeda K, Babaev VR, Uysal KT, Morgan MA, Parker RA, Suttles J, Fazio S, Hotamisligil GS, Linton MF. Lack of macrophage fatty-acid-binding protein aP2 protects mice deficient in apolipoprotein E against atherosclerosis. Nat Med 2001 June;7(6):699-705.
122. Tontonoz P, Nagy L, Alvarez JG, Thomazy VA, Evans RM. PPARgamma promotes monocyte/macrophage differentiation and uptake of oxidized LDL. Cell
123. 1998 April 17;93(2):241-52.
124. Charriere G, Cousin B, Arnaud E, Andre M, Bacou F, Penicaud L, Casteilla L. Preadipocyte conversion to macrophage. Evidence of plasticity. J Biol Chem 2003 March 14;278(11):9850-5.
125. Cousin B, Munoz O, Andre M, Fontanilles AM, Dani C, Cousin JL, Laharrague P, Casteilla L, Penicaud L. A role for preadipocytes as macrophage-like cells. FASEB J 1999 February;13(2):305-12.
126. Weisberg SP, McCann D, Desai M, Rosenbaum M, Leibel RL, Ferrante AW, Jr. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J Clin Invest 2003 December;112(12):1796-808.
127. Xu H, Barnes GT, Yang Q, Tan G, Yang D, Chou CJ, Sole J, Nichols A, Ross JS, Tartaglia LA, Chen H. Chronic inflammation in fat plays a crucial role in the development of obesity-related insulin resistance. J Clin Invest 2003 December;112(12):1821-30.
128. Feinstein R, Kanety H, Papa MZ, Lunenfeld B, Karasik A. Tumor necrosis factor-alpha suppresses insulin-induced tyrosine phosphorylation of insulin receptor and its substrates. J Biol Chem 1993 December 15;268(35):26055-8.
129. Hotamisligil GS, Peraldi P, Budavari A, Ellis R, White MF, Spiegelman BM. IRS-1-mediated inhibition of insulin receptor tyrosine kinase activity in TNF-alpha- and obesity-induced insulin resistance. Science 1996 February 2;271(5249):665-8.
130. Hotamisligil GS, Murray DL, Choy LN, Spiegelman BM. Tumor necrosis factor alpha inhibits signaling from the insulin receptor. Proc Natl Acad Sci U S A 1994 May 24;91(11):4854-8.
131. Hotamisligil GS, Peraldi P, Budavari A, Ellis R, White MF, Spiegelman BM. IRS-1-mediated inhibition of insulin receptor tyrosine kinase activity in TNF-alpha- and obesity-induced insulin resistance. Science 1996 February 2;271(5249):665-8.
132. Kroder G, Bossenmaier B, Kellerer M, Capp E, Stoyanov B, Muhlhofer A, Berti L, Horikoshi H, Ullrich A, Haring H. Tumor necrosis factor-alpha- and hyperglycemia-induced insulin resistance. Evidence for different mechanisms and different effects on insulin signaling. J Clin Invest 1996 March 15;97(6):1471-7.
133. Paz K, Hemi R, LeRoith D, Karasik A, Elhanany E, Kanety H, Zick Y. A molecular basis for insulin resistance. Elevated serine/threonine phosphorylation of IRS-1 and IRS-2 inhibits their binding to the juxtamembrane region of the insulin receptor and impairs their ability to undergo insulin-induced tyrosine phosphorylation. J Biol Chem 1997 November 21;272(47):29911-8.
134. Dietze D, Koenen M, Rohrig K, Horikoshi H, Hauner H, Eckel J. Impairment of insulin signaling in human skeletal muscle cells by co-culture with human adipocytes. Diabetes 2002 August;51(8):2369-76.
135. Hotamisligil GS, Peraldi P, Budavari A, Ellis R, White MF, Spiegelman BM. IRS-1-mediated inhibition of insulin receptor tyrosine kinase activity in TNF-alpha- and obesity-induced insulin resistance. Science 1996 February 2;271(5249):665-8.
136. Aguirre V, Uchida T, Yenush L, Davis R, White MF. The c-Jun NH(2)-terminal kinase promotes insulin resistance during association with insulin receptor substrate-1 and phosphorylation of Ser(307). J Biol Chem 2000 March 24;275(12):9047-54.
137. Hirosumi J, Tuncman G, Chang L, Gorgun CZ, Uysal KT, Maeda K, Karin M, Hotamisligil GS. A central role for JNK in obesity and insulin resistance. Nature
138. 2002 November 21;420(6913):333-6.
139. Aguirre V, Uchida T, Yenush L, Davis R, White MF. The c-Jun NH(2)-terminal kinase promotes insulin resistance during association with insulin receptor substrate-1 and phosphorylation of Ser(307). J Biol Chem 2000 March 24;275(12):9047-54.
140. Hirosumi J, Tuncman G, Chang L, Gorgun CZ, Uysal KT, Maeda K, Karin M, Hotamisligil GS. A central role for JNK in obesity and insulin resistance. Nature
141. 2002 November 21;420(6913):333-6.
142. Prada PO, Zecchin HG, Gasparetti AL, Torsoni MA, Ueno M, Hirata AE, Corezola do Amaral ME, Hoer NF, Boschero AC, Abdalla Saad MJ. Western Diet Modulates Insulin Signaling, JNK Activity and IRS-1ser307 phosphorylation in a Tissue-Specific Fashion. Endocrinology 2004 December 9.
143. Hirosumi J, Tuncman G, Chang L, Gorgun CZ, Uysal KT, Maeda K, Karin M, Hotamisligil GS. A central role for JNK in obesity and insulin resistance. Nature
144. 2002 November 21;420(6913):333-6.
145. Hirosumi J, Tuncman G, Chang L, Gorgun CZ, Uysal KT, Maeda K, Karin M, Hotamisligil GS. A central role for JNK in obesity and insulin resistance. Nature
146. 2002 November 21;420(6913):333-6.
147. Shulman GI. Cellular mechanisms of insulin resistance. J Clin Invest 2000 July;106(2):171-6.
148. Ozes ON, Akca H, Mayo LD, Gustin JA, Maehama T, Dixon JE, Donner DB. A phosphatidylinositol 3-kinase/Akt/mTOR pathway mediates and PTEN antagonizes tumor necrosis factor inhibition of insulin signaling through insulin receptor substrate-1. Proc Natl Acad Sci U S A 2001 April 10;98(8):4640-5.
149. Ahmad F, Goldstein BJ. Effect of tumor necrosis factor-alpha on the phosphorylation of tyrosine kinase receptors is associated with dynamic alterations in specific protein-tyrosine phosphatases. J Cell Biochem 1997 January;64(1):117-27.
150. Yuan M, Konstantopoulos N, Lee J, Hansen L, Li ZW, Karin M, Shoelson SE. Reversal of obesity- and diet-induced insulin resistance with salicylates or targeted disruption of Ikkbeta. Science 2001 August 31;293(5535):1673-7.
151. Hundal RS, Petersen KF, Mayerson AB, Randhawa PS, Inzucchi S, Shoelson SE, Shulman GI. Mechanism by which high-dose aspirin improves glucose metabolism in type 2 diabetes. J Clin Invest 2002 May;109(10):1321-6.
152. Yuan M, Konstantopoulos N, Lee J, Hansen L, Li ZW, Karin M, Shoelson SE. Reversal of obesity- and diet-induced insulin resistance with salicylates or targeted disruption of Ikkbeta. Science 2001 August 31;293(5535):1673-7.
153. Gao Z, Hwang D, Bataille F, Lefevre M, York D, Quon MJ, Ye J. Serine phosphorylation of insulin receptor substrate 1 by inhibitor kappa B kinase complex. J Biol Chem 2002 December 13;277(50):48115-21.
154. Medzhitov R. Toll-like receptors and innate immunity. Nat Rev Immunol 2001 November;1(2):135-45.
155. Shoelson SE, Lee J, Yuan M. Inflammation and the IKK beta/I kappa B/NF-kappa B axis in obesity- and diet-induced insulin resistance. Int J Obes Relat Metab Disord 2003 December;27 Suppl 3:S49-S52.
156. Medzhitov R. Toll-like receptors and innate immunity. Nat Rev Immunol 2001 November;1(2):135-45.
157. Emanuelli B, Peraldi P, Filloux C, Chavey C, Freidinger K, Hilton DJ, Hotamisligil GS, Van Obberghen E. SOCS-3 inhibits insulin signaling and is up-regulated in response to tumor necrosis factor-alpha in the adipose tissue of obese mice. J Biol Chem 2001 December 21;276(51):47944-9.
158. Perreault M, Marette A. Targeted disruption of inducible nitric oxide synthase protects against obesity-linked insulin resistance in muscle. Nat Med 2001 October;7(10):1138-43.
159. Perreault M, Marette A. Targeted disruption of inducible nitric oxide synthase protects against obesity-linked insulin resistance in muscle. Nat Med 2001 October;7(10):1138-43.
160. Rui L, Yuan M, Frantz D, Shoelson S, White MF. SOCS-1 and SOCS-3 block insulin signaling by ubiquitin-mediated degradation of IRS1 and IRS2. J Biol Chem
161. 2002 November 1;277(44):42394-8.
162. Carvalho-Filho MA, Ueno M, Hirabara SM, Seabra AB, Carvalheira JB, de Oliveira MG, Velloso LA, Curi R, Saad MJ. S-nitrosation of the insulin receptor, insulin receptor substrate 1, and protein kinase B/Akt: a novel mechanism of insulin resistance. Diabetes 2005 April;54(4):959-67.
163. Nakatani Y, Kaneto H, Kawamori D, Yoshiuchi K, Hatazaki M, Matsuoka TA, Ozawa K, Ogawa S, Hori M, Yamasaki Y, Matsuhisa M. Involvement of endoplasmic reticulum stress in insulin resistance and diabetes. J Biol Chem 2005 January 7;280(1):847-51.
164. Ozawa K, Miyazaki M, Matsuhisa M, Takano K, Nakatani Y, Hatazaki M, Tamatani T, Yamagata K, Miyagawa J, Kitao Y, Hori O, Yamasaki Y, Ogawa S. The endoplasmic reticulum chaperone improves insulin resistance in type 2 diabetes. Diabetes 2005 March;54(3):657-63.
165. Ozcan U, Cao Q, Yilmaz E, Lee AH, Iwakoshi NN, Ozdelen E, Tuncman G, Gorgun C, Glimcher LH, Hotamisligil GS. Endoplasmic reticulum stress links obesity, insulin action, and type 2 diabetes. Science 2004 October 15;306(5695):457-61.
166. Furukawa S, Fujita T, Shimabukuro M, Iwaki M, Yamada Y, Nakajima Y, Nakayama O, Makishima M, Matsuda M, Shimomura I. Increased oxidative stress in obesity and its impact on metabolic syndrome. J Clin Invest 2004 December;114(12):1752-61.
167. Lin Y, Berg AH, Iyengar P, Lam TK, Giacca A, Combs TP, Rajala MW, Du X, Rollman B, Li W, Hawkins M, Barzilai N, Rhodes CJ, Fantus IG, Brownlee M, Scherer PE. The hyperglycemia-induced inflammatory response in adipocytes: the role of reactive oxygen species. J Biol Chem 2005 February 11;280(6):4617-26.
168. Jiang C, Ting AT, Seed B. PPAR-gamma agonists inhibit production of monocyte inflammatory cytokines. Nature 1998 January 1;391(6662):82-6.
169. Peraldi P, Xu M, Spiegelman BM. Thiazolidinediones block tumor necrosis factor-alpha-induced inhibition of insulin signaling. J Clin Invest 1997 October 1;100(7):1863-9.
170. Iwata M, Haruta T, Usui I, Takata Y, Takano A, Uno T, Kawahara J, Ueno E, Sasaoka T, Ishibashi O, Kobayashi M. Pioglitazone ameliorates tumor necrosis factor-alpha-induced insulin resistance by a mechanism independent of adipogenic activity of peroxisome proliferator--activated receptor-gamma. Diabetes
171. 2001 May;50(5):1083-92.
172. Spiegelman BM. PPAR-gamma: adipogenic regulator and thiazolidinedione receptor. Diabetes 1998 April;47(4):507-14.
173. Wellen KE, Hotamisligil GS. Inflammation, stress, and diabetes. J Clin Invest 2005 May;115(5):1111-9.
174. Ozcan U, Cao Q, Yilmaz E, Lee AH, Iwakoshi NN, Ozdelen E, Tuncman G, Gorgun C, Glimcher LH, Hotamisligil GS.
175. Rehorn KP, Thelen H, Michelson AM, Reuter R. A molecular aspect of hematopoiesis and endoderm development common to vertebrates and Drosophila. Development 1996 December;122(12):4023-31.
176. Tong Q, Dalgin G, Xu H, Ting CN, Leiden JM, Hotamisligil GS. Function of GATA transcription factors in preadipocyte-adipocyte transition. Science 2000 October 6;290(5489):134-8.
177. Lingohr MK, Buettner R, Rhodes CJ. Pancreatic beta-cell growth and survival--a role in obesity-linked type 2 diabetes? Trends Mol Med 2002 August;8(8):375-84.
178. Weir GC, Bonner-Weir S. Five stages of evolving beta-cell dysfunction during progression to diabetes. Diabetes 2004 December;53 Suppl 3:S16-S21.
179. Rhodes CJ. Type 2 diabetes-a matter of beta-cell life and death? Science 2005 January 21;307(5708):380-4.
180. Unger RH, Orci L. Diseases of liporegulation: new perspective on obesity and related disorders. FASEB J 2001 February;15(2):312-21.
181. Butler AE, Janson J, Bonner-Weir S, Ritzel R, Rizza RA, Butler PC. Beta-cell deficit and increased beta-cell apoptosis in humans with type 2 diabetes. Diabetes
182. 2003 January;52(1):102-10.
183. Rhodes CJ. Type 2 diabetes-a matter of beta-cell life and death? Science 2005 January 21;307(5708):380-4.
184. Bonner-Weir S. Perspective: Postnatal pancreatic beta cell growth. Endocrinology 2000 June;141(6):1926-9.
185. Butler AE, Janson J, Bonner-Weir S, Ritzel R, Rizza RA, Butler PC. Beta-cell deficit and increased beta-cell apoptosis in humans with type 2 diabetes. Diabetes
186. 2003 January;52(1):102-10.
187. Unger RH, Orci L. Diseases of liporegulation: new perspective on obesity and related disorders. FASEB J 2001 February;15(2):312-21.
188. Bell GI, Polonsky KS. diabetes mellitus and genetically programmed defects in beta-cell function. Nature 2001 December 13;414(6865):788-91.
189. Donath MY, Storling J, Maedler K, Mandrup-Poulsen T. Inflammatory mediators and islet beta-cell failure: a link between type 1 and type 2 diabetes. J Mol Med 2003 August;81(8):455-70.
190. Donath MY, Halban PA. Decreased beta-cell mass in diabetes: significance, mechanisms and therapeutic implications. Diabetologia 2004 March;47(3):581-9.
191. Lingohr MK, Buettner R, Rhodes CJ. Pancreatic beta-cell growth and survival--a role in obesity-linked type 2 diabetes? Trends Mol Med 2002 August;8(8):375-84.
192. Unger RH, Orci L. Diseases of liporegulation: new perspective on obesity and related disorders. FASEB J 2001 February;15(2):312-21.
193. Hennige AM, Burks DJ, Ozcan U, Kulkarni RN, Ye J, Park S, Schubert M, Fisher TL, Dow MA, Leshan R, Zakaria M, Mossa-Basha M, White MF. Upregulation of insulin receptor substrate-2 in pancreatic beta cells prevents diabetes. J Clin Invest 2003 November;112(10):1521-32.
194. Araki E, Oyadomari S, Mori M. Impact of endoplasmic reticulum stress pathway on pancreatic beta-cells and diabetes mellitus. Exp Biol Med (Maywood ) 2003 November;228(10):1213-7.
195. Kajimoto Y, Kaneto H. Role of oxidative stress in pancreatic beta-cell dysfunction. Ann N Y Acad Sci 2004 April;1011:168-76.
196. Kaneto H, Suzuma K, Sharma A, Bonner-Weir S, King GL, Weir GC. Involvement of protein kinase C beta 2 in c-myc induction by high glucose in pancreatic beta-cells. J Biol Chem 2002 February 1;277(5):3680-5.
197. Maedler K, Sergeev P, Ris F, Oberholzer J, Joller-Jemelka HI, Spinas GA, Kaiser N, Halban PA, Donath MY. Glucose-induced beta cell production of IL-1beta contributes to glucotoxicity in human pancreatic islets. J Clin Invest 2002 September;110(6):851-60.
198. Werner ED, Lee J, Hansen L, Yuan M, Shoelson SE. Insulin resistance due to phosphorylation of insulin receptor substrate-1 at serine 302. J Biol Chem 2004 August 20;279(34):35298-305.
199. White MF. IRS proteins and the common path to diabetes. Am J Physiol Endocrinol Metab 2002 September;283(3):E413-E422.
200. Wrede CE, Dickson LM, Lingohr MK, Briaud I, Rhodes CJ. Protein kinase B/Akt prevents fatty acid-induced apoptosis in pancreatic beta-cells (INS-1). J Biol Chem 2002 December 20;277(51):49676-84.
201. Zick Y. Insulin resistance: a phosphorylation-based uncoupling of insulin signaling. Trends Cell Biol 2001 November;11(11):437-41.
202. Maedler K, Sergeev P, Ris F, Oberholzer J, Joller-Jemelka HI, Spinas GA, Kaiser N, Halban PA, Donath MY. Glucose-induced beta cell production of IL-1beta contributes to glucotoxicity in human pancreatic islets. J Clin Invest 2002 September;110(6):851-60